《鱼类生理学》实验教学大纲
课程名称：鱼类生理学
课程英文名称：Fish Physiology
课程代码：
总学时：60
课程总学分：3
课程类型：专业基础课 课程性质：非独立设课 适用专业：水产养殖
考核方式：实验成绩占总成绩的20%。 实验（实习）教材：无oooo
主要参考书：
实验（实习）项目：
实验类型：在演示实验、验证实验、综合实验、设计实验中选择
实验一 生理学实验及常用仪器介绍、兴奋与兴奋性的观察及分析
一、实验学时：2学时 二、实验类型：（验证实验） 三、实验目的：
通过生理学实验及常用仪器介绍、了解生理学实验的基本任务、内容和方法，理解生理学既是一门理论科学、又是一门实验科学的重要意义。要求严格遵守实验课的程序、规则以及每个实验的具体操作方法和要求。初步熟悉和掌握常用实验仪器的使用方法和注意事项。通过对组织兴奋和兴奋性的实验观察，加深对兴奋与兴奋性概念的理解。 四、实验内容：
1、按要求制备蟾蜍或蛙坐骨神经——腓肠肌标本
操作顺序为：洗蛙、杀蛙、去头、胸腹内脏、剥皮（洗手及剪刀和杀蛙针），去尾骨，分离椎板及两腿，游离坐骨神经及腓肠肌，离断股骨及小腿，完成坐骨神经——腓肠肌标本（一般在30分钟内完成）。将制备完好的标本置于任氐液中备用。
2、连接及检查仪器线路，将仪器各旋钮的位置置于零位。固定标本于标本台，准备实验。
3、用适当的刺激参数，分别刺激标本的神经部分和肌肉，观察和记录肌肉的收缩曲线。
五、实验要求：
要求学会观察神经—肌肉标本的兴奋与兴奋性，会分析兴奋与兴奋性的区别及相关联系。
六、实验所需仪器设备：
生物机能实验系统，神经屏蔽盒，张力换能器，常用蛙类手术器械（包括粗剪刀、手术剪、镊子、杀蛙针、滴管、丝线、泡钉、10×5cm小玻璃片、锌——铜弓等）、铁支架、双凹夹、大盘子、培养皿、蛙板（木质）
实验二 骨骼肌的单收缩、复合收缩与强直收缩
一、实验学时：2学时
二、实验类型：（验证实验）
三、实验目的：
通过实验，观察刺激频率与肌肉收缩形式的关系，加深理解骨骼肌完全强直收缩的形成机制与功能意义。
四、实验内容：
1、按实验的步骤方法制备蛙坐骨神经——腓肠肌标本。
2、连接及检查仪器线路，将仪器各施钮置于零位，固定标本于标本台，准备实验。
3、寻找引起肌肉发生最大收缩的最小刺激强度（即最适刺激），分别作出单收缩、舒张期与收缩期复合收缩、不完全与完全强直收缩曲线。
五、实验要求：
要求每人作出一套完整实验曲线，根据实验操作及所记录到的结果（曲线），详细描述实验结果，并进行适当分析写出实验报告。
六、实验所需仪器设备：
生物机能实验系统，神经屏蔽盒，张力换能器，常用蛙类手术器械（包括粗剪刀、手术剪、镊子、杀蛙针、滴管、丝线、泡钉、10×5cm小玻璃片、锌——铜弓等）、铁支架、双凹夹、大盘子、培养皿、蛙板（木质）
实验三 神经干动作电位观察及神经纤维兴奋传导速度的测定
一、实验学时：2学时
二、实验类型：（验证实验）
三、实验目的：
通过实验学习观察神经干动作电位和神经兴奋传导速度的测量方法；会分析从刺激到动作电位波形表现的发生机理；能区分神经干动作电位与单根据神经纤维动作电位在特征上的不同；加深对动作电位概念、特征和生理意义的理解。
四、实验内容：
1、按常规方法从洗蛙到游离坐骨神经——腓神经、制备出坐骨神经——腓神经干标本，置于任氐液中备用。
2、连接并检查仪器线路，将神经干放置于屏蔽盒的刺激及记录电极上（一般将神经干的中枢端放置在刺激电极上），准备实验。
3、给适当强度及频率的刺激，记出神经干双相动作电位，待调整使其波形显示稳定及清晰后，测量出传导距离（S1）和潜伏期（t1）；移动记录电极的位置，再测出S2及t2。
4、在两个记录电极之间用平板镊子夹镊或施以吸有麻醉药的细棉絮，至记出单相动作电位。
5、改变刺激强度，观察单相动作电位幅度的变化。
6、用引起最大单相动作电位的刺激强度和频率，以及适当的扫描速度，观察Aα及Aβ类神经纤维的动作电位波形。
五、实验要求：要求观察到神经干双相和单相动作电位，以及Aα和Aβ两种神经纤维的动作电位；测量并计算出神经兴奋传导的速度。写出实验报告。
六、实验所需仪器设备：生物机能实验系统，神经屏蔽盒，常用蛙类手术器械（包括粗剪刀、手术剪、镊子、杀蛙针、滴管、丝线、泡钉、10×5cm小玻璃片、锌——铜弓等）、铁支架、双凹夹、大盘子、培养皿
实验四 鱼类血细胞计数和血红蛋白的测定
一、实验学时：2学时
二、实验类型：（验证实验）
三、实验目的：
通过实验学习红细胞、白细胞的计数方法及血红蛋白测定的方法，加深对鱼类红细胞生理特性和血红蛋白及其测定意义的认识，
四、实验内容：
1、血红蛋白测定：在比色管中加0.1mol盐酸至“10”刻度处。尾静脉采血，用血红蛋白吸管吸血至“20”刻度处，将吸管插入比色管内盐酸中．置比色管于比色架中，室温放置10min．使血红蛋白转变为高铁血红蛋白。再滴加蒸馏水于比色管中。边加边搅拌．直至与标准色相同。读取比色管内液凹面的最低处刻度比值乘10，即为每升血液中血红蛋白的克数。
2、血细胞计数：用特制的血红蛋白吸管或红细胞吸管和白细胞吸管准确吸取一定量的血液，用适当的溶液稀释后，于血细胞计数板计数室内计数—定容积的血液稀释液中血细胞个数，再将所得结果换算为每升血液中的血细胞个数。
五、实验要求：
要求学会血球计数板和血红蛋白计的使用方法；测出几种鱼类血细胞数目，红、白细胞的比例血红蛋白的含量，并进行比较分析。
六、实验所需仪器设备：
血红蛋白计，血细胞计数板、注射器，红细胞吸管和白细胞吸管，显微镜
实验五 蛙心起搏点观察，期前收缩与代偿间歇
一、实验学时：2学时
二、实验类型：（演示实验、验证实验、综合实验、设计实验）
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生 理 学 实 验第一章 总 论
第一节 生理学实验课的目的、要求和规则 一、生理学实验的重要性　　生理学是一门实验性的科学。从发展上看，它所以能成为一门独立的学 科，应归功于 17 世纪的英国著名医生威廉·哈维（Willian Harvey）。哈维 采用活体解剖法和动物实验法在多种动物体上进行研究，并在人身上进行观 察，才得出血液循环的正确结论，并于 1628 年出版了《心血运动论》。所以， 生理学是建立在实验和观察基础上的，充分说明了生理学实验对生理学创立 和发展的重要作用。因此国内外生理学家无不重视生理学实验课，因为一个 只能记忆生理学概念而不会动手的人，是不可能对实验性学科作出贡献的。二、生理学实验课的目的　　1．通过实验使学生逐步掌握生理学实验的基本操作技术，了解生理学实 验设计的基本原则，进一步了解获得生理学知识的方法，验证和巩固生理学 的某些基本理论。　　2．通过实验使学生逐步提高对实验中各种生理现象的观察能力、分析能 力、独立思考和独立解决问题的能力。3．在实验过程中，逐步培养学生在科学工作中的严肃的态度、严格的要求、严格的方法和严谨的作风。三、生理学实验课的要求　　提高实验课的教学质量，需教师和学生的共同努力。因此，实验课的要 求包括对教师和学生两个方面。（一）实验前　　1．集体备课 生理学实验是在生命机体上进行的，易受各方面因素的制 约和影响，实验前进行集体备课是保证实验顺利完成的基本条件。集体备课 应在主管教师的统一指导下进行，负责实验的人员（包括教师、研究生、实 验技术人员）全部参加。在备课中，明确实验的目的要求、统一实验的方法 步骤、规定实验的项目和内容。并要求教师熟练掌握。2．学生必须仔细预习实验指导，了解实验的目的要求、基本原理以及简要的操作步骤。实验课开始后，教师如发现学生未预习，应令其停止实验， 待预习后再进行。3．学生应复习有关理论，以便提高实验过程中的主动性和效率，并进一步巩固有关理论知识。（二）实验过程中　　1．教师应严格要求学生，对必须学会的基本操作技术应一丝不苟，培养 学生的科学素养和分析问题、解决问题的能力。　　2．学生应认真、仔细地进行各项操作，观察实验中出现的各种现象，如 实地随时加以记录，并对引起各种生理现象的原因、意义进行分析与思考。　　3．实验器材要安放整齐，布局合理，便于操作。要保持清洁卫生，随时 清除污物。实验桌上不得放置与实验无关的物品。　　4．爱护仪器与实验动物，注意节约各种实验材料。公用物品在使用完毕 后应放回原处，以免影响别人使用。5．保持实验室安静，不得嬉笑与高声谈话，以免影响别人实验。6．遵守实验室规则，注意实验小组内的团结、配合与分工协作。（三）实验后　　1．学生应将实验用具整理就绪，放回原处。所用手术器械必须擦洗干净。 实验用具如有损坏或缺少，应即报告指导教师。作好实验室的清洁卫生工作。　　2．妥善处理实验动物，如实验结束后动物尚未死亡，应在教师指导下处 死，而后放于指定地点。3．整理实验记录，认真书写、及时交实验报告。　　4．教师应认真批改实验报告。如发现不符合要求的实验报告，应指明问 题，退回重写。四、实验报告的书写　　写实验报告是生理学实验课的基本训练之一，应以科学态度，认真、严 肃地对待，以便为日后撰写科学论文打下良好的基础。为帮助学生书写报告， 现将其格式、内容和要求作一简要说明。　　（一）实验结束后，均需根据指导教师的要求，每人写一份实验报告， 并按时完成，及对送交指导教师评阅。　　（二）书写实验报告要求文字简练、通顺，书写清楚、整洁，正确使用 标点符号。（三）在书写实验报告时，提倡学生间的相互讨论和争辩，但必须自己独立完成。否则，应重写。（四）实验报告的格式与内容1．注明姓名、专业、组别、日期。2．实验序号及题目。3．实验目的要求。　　4．实验方法 应根据教师的具体要求写。一般情况下或重复使用的方法， 可作简要说明。5．实验结果 实验结果是实验报告的重要部分，应将实验过程中所观察或记录到的生理效应忠实地、正确地记述和说明。结果部分常需用实验记录， 这就需要将实验记录进行合理地加工与剪贴，并加图号、图注及必要的文字 说明。不得将原始记录原封不动地附在报告上。凡属定量的测量资料，例如快慢、轻重、长短、多少等，均应以正确的单位和数值严格地写在报告上。为了说明实验的可靠性，有些实验结果需要 作统计学处理，求出均数、标准差以及显著性检验。具体方法参见附录三。 为了便于说明和比较，有些实验结果可以列表或绘图表示。绘制棒状图和坐标图的方法、要求、注意事项参看附录四。　　6．讨论与结论 讨论是根据所学的理论知识，对实验结果进行科学地分 析和解释，并判断实验结果是否是预期的。如果出现非预期的结果，应分析 其可能的原因。　　讨论是实验报告的核心部分，可以帮助学生提高独立思考和分析问题的 能力。不应盲目抄袭书本，应提倡学生根据自己的实验结果提出创造性的见 解和认识，但必须是严肃认真、有科学依据的。　　结论是从实验结果和讨论中归纳出一般的概括性的判断，也就是这一实 验所验证的基本概念、原则或理论的简明总结。结论的书写应该是简明扼要 的。五、实验室规则　　1．遵守学习纪律，准时上、下课。实验期间不得借故外出或早退。特殊 情况下，应向教师请假。　　2．必须严肃认真地进行实验操作、观察实验结果。实验期间要保持安静， 不得进行任何与实验无关的活动。3．实验所得数据及实验记录，需经教师审核，否则不得结束实验。　　4．各组的仪器和用品，由本组使用，不得与别组调换，以免混乱。如遇 仪器损坏或丢失，应报请教师处理。　　5．爱护公共财物，注意节约各种实验用品。实验动物按组发给，如需补 充使用，须经教师同意才能补领。　　6．保持实验室清洁整齐，随时清除污物。实验完毕后，应将实验器材、 用品收拾妥当；将手术器械擦洗干净，清点数量，放回原处。经教师检查后 才能离开实验室。（解景田）第二节 活体解剖技术　　生理学实验是以活的动物或人体作为观察对象和实验材料的。在动物实 验中，活体解剖技术对生理学实验的成败起着十分重要的作用。在实验过程 中，学生应着重于学习、掌握这些操作技术，以提高动手能力。生理学实验方法虽然多种多样，但一般可分为离体实验法和在体实验法两类。而在体实验法又可分为急性实验和慢性实验两种。急性在体实验法是 动物在麻醉或毁坏脑或脊髓的状态下，用手术的方法暴露某一器官，观察、 研究其机能及变化规律。如在体心脏活动的观察、肾脏泌尿机能的研究等。 急性离体实验法是将要研究的器官或组织从活的或刚处死的动物体上取出， 置于接近正常生理条件的人工环境中，以观察、研究其生理机能。如离体心 脏的灌流、离体肠段的活动以及用坐骨神经-腓肠肌标本研究神经肌肉的生理 机能等。急性实验法实验不能持久，只能在一定时间内进行观察研究，而且 实验后动物不能存活。慢性实验法是在特定条件下，以完整而清醒的动物为 对象的实验方法，可以在较长的时间内，连续地反复观察动物的某一生理机 能。此法常需要先在动物体上施行某种无菌外科手术，如胃肠道瘘管术，或 在机体的一定部位埋藏电极、或切除某一器官等，须待动物恢复健康后方可 进行实验。这种实验花费时间较长，动物需要特殊的护理，在基础生理学实 验中较少安排。一、手术器械及其用途（一）常用手术器械根据生理学 实验的需要，常用手术器械包括手术刀、手术剪、手术镊、金冠剪、蛙类毁髓针、玻璃解剖针等。　　1．手术刀主要用于切开皮肤或脏器。常用手术刀为刀柄和刀片组合式， 也有刀柄和刀片相连的（图 1-1）。根据手术的部位与性质，可以选用大小、 形状不同的手术刀片。常用的执刀方法有 4 种（图 1-2）　　（1）执弓式这是一种常用的执刀方法，动作范围广而灵活，用于腹部、 颈部或股部的皮肤切口。　　　　（2）执笔式此法用力轻柔而操作精巧，用于切割短小而精确的切口，如 解剖神经、血管，作腹膜小切口等。　　（3）握持式常用于切割范围较广、用力较大的切口，如切开较长的皮肤、 截肢等。　　（4）反挑式此法多使用刀口向弯曲面的手术刀片（图 1-1B 最上部的刀 片），常用于向上挑开组织，以免损伤深部组织。　　2．手术剪主要用于剪皮肤或肌肉等粗软组织。此外，也可用来分离组织， 即利用剪刀的尖端，插入组织间隙，分离无大血管的结缔组织等。手术剪分 尖头和圆头两种，即尖头剪和钝头剪。其尖端还有直、弯之别。生理学实验 中常习惯于用弯型手术剪剪毛。另外，还有一种小型手术剪，叫眼科剪，主 要用于剪血管或神经等柔软组织。眼科剪也有直头与弯头之分（图 1-3）。 正确的执剪姿势如图 1-3C 所示，即用拇指与无名指持剪，食指置于手术剪的 上方。　　3．手术镊 主要用于夹持或牵拉切口处的皮肤或肌肉组织。眼科镊用于 夹持细软组织。手术镊有圆头、尖头两种，又有直头和弯头，有齿和无齿之 别，而且长短不一，大小不等（图 1-4），可根据手术需要选用。通常，有齿镊主要用于夹持较坚韧或较 厚的组织，如皮肤、筋膜、肌腱等；无齿镊主要用于夹持较细软的组织，如 血管、粘膜等。正确的执镊姿势如图 1－4D 所示，类似于执笔式，较为灵活 方便。4．金冠剪（技工剪）这是生理学实验中常用的手术器械（图 1－5），特别是在蛙类手术中。金冠剪形状短粗，尖端较短，易于着力。可用于剪皮 肤、肌肉、内脏、骨髓以及结线等。执剪姿势与一般手术剪相同。5．毁髓针 专门用来毁坏蛙类脑髓和脊髓的器械。分为针柄和针部（图1－6A），持针姿势一般采用执笔式。　　6．玻璃解剖针 专用于分离神经与血管的工具。有直头与弯头，尖端圆 滑（图 1-6B），分离时不易损伤神经或血管。（二）其它手术器械　　1．止血钳 主要作用是分离组织和止血，不同类型的止血钳又有不同的 用途。执止血钳的姿势均与执剪刀的姿势相同。常用止血钳有以下三种。　　（1）直止血钳 分长短两种类型（图 1-7），又有有齿和无齿之别。无 齿止血钳主要用以夹住浅层出血点，以便止血，也可用于浅部的组织分离。 有齿止血钳主要用于强韧组织的止血，提起皮肤等，但不能用于皮下止血。　　（2）弯止血钳 与直型的大同小异，也分长短两种，主要用于深部组织 或内脏出血点的止血。　　（3）蚊式止血钳（蚊嘴钳）此种止血钳头端细小，又叫小止血钳，适用 于细嫩组织的止血和分离，不宜钳夹大块或坚硬组织。　　2．持针器 主要用于夹持缝针，缝合组织。持针器的头端较短，口内有 槽。使用时，用持针器的尖端夹持缝针近尾端 1/3 处。执持针器的姿势与执　　剪刀略同，但为了缝合方便，可不必将拇指和无名指套入环口中，而把持于 近端柄处（图 1－8B）。　　3．骨钳 主要用于咬切骨组织，如打开颅腔或骨髓腔等，骨钳分为剪刀 式和小蝶式两种（图 1－9），前者适用于咬断骨质，后者适用于咬切骨片。4．颅骨钻 主要用于开颅时钻孔（图 1－10）。　　5．拉勾与扩张器 主要用于牵拉切口，以便充分暴露手术野深部的结构， 进行手术操作。它们的大小不一、种类繁多，主要视切口的大小与暴露器官的深浅而选用。 使用时，切勿用力过猛而损伤组织。在牵拉柔软、脆弱的组织时，在拉勾下 垫以纱布为宜。　　6．缝针 用于缝合各种组织。缝针有圆针和三棱针两种，又有直型和弯 型之别，而且其大小不一。（图 1－8A）圆针多用于缝合软组织，三棱针用 于穿皮固定缝合，弯针用于缝合深部组织。7．动脉夹 主要用于短期阻断动脉血流，如插动脉插管时使用。二、活体解剖技术　　（一）动物的选择 常用的实验动物有狗、猫、兔、大白鼠、小白鼠、豚 鼠、鸽、鸭、蟾蜍或蛙等。无论选用哪种动物，均需健康。一般地说，健康 的哺乳动物毛色光泽，两眼明亮、眼和鼻无分泌物、鼻端潮而凉、反应灵活、 食欲良好。健康的蛙或蟾蜍则皮肤湿润、喜爱活动，静止时后肢蹲坐、前肢 支撑、头部和躯干挺起等。动物种类的选择需根据实验内容而定，使其解剖和生理特点适合于预定实验的要求。如研究主动脉弓减压神经传入冲动的作用时，常选用兔作为实 验对象，因为兔的减压神经在颈部自成一束，与迷走神经伴行，易于寻找和 分离。在研究心脏特殊传导组织的电活动时，常选用狗的浦肯野氏纤维及兔 的窦房结作为实验材料，因为狗的浦肯野氏纤维在心室内较为粗大，很容易 解剖分离。此外，动物的选择还需考虑当地实验动物的多寡、供需状况等， 如澳大利亚常选用绵羊作为实验对象；在美国学生的实验中，常选用乌龟， 而我国则多选用蟾蜍。在生理学的研究中，特别是基础理论研究中，合理地 选择实验动物，常常是实验成败的关键，但并非愈是高等动物愈好。在选择 实验动物时，应根据实验需要，因地制宜地加以考虑。（二）动物的麻醉 在慢性实验或急性在体实验中，施行手术之前必须将动物麻醉。麻醉可使动物在手术或实验过程中减少疼痛，保持安静，保证实 验的顺利进行。麻醉剂的种类繁多，作用原理不尽相同。除了麻痹中枢神经 系统以外，还会引起其它生理机能的变化，因此，在应用时需根据动物的种 类以及实验或手术的性质慎重加以选择。麻醉必须适度，过深或过浅均会给 手术或实验带来不良影响。麻醉的深浅可从呼吸，某些反射的消失，肌肉的 紧张程度和瞳孔的大小加以判断。人们常用刺激角膜以观察角膜反射，夹捏 后肢股部肌肉以观察其反应的简易方法了解动物的麻醉深度。适宜的麻醉状 态是呼吸深慢而平稳，角膜反射与运动反应消失，肌肉松弛。　　1．常用麻醉剂的种类及用法 麻醉剂可分为局部麻醉剂和全身麻醉剂两 种。局部麻醉剂常用 0.5—1.0% 盐酸普鲁卡因或 2%盐酸可卡因作皮肤或粘膜 表面麻醉。在生理实验中，多采用全身麻醉剂，如挥发性的乙醚、氟烷和非　　挥发性的巴比妥类、氨基甲酸乙酯等，以下分别加以介绍。　　（1）乙醚（ether）是一种呼吸性麻醉剂，适用于各种实验动物。在用 乙醚麻醉猫、兔、或鼠类时，可将动物放在特制的玻璃钟罩内，同时放入浸 有乙醚的脱脂棉，动物在吸入后的 15—20min 开始发挥作用。在麻醉狗时， 可用特制的麻醉口罩套在动物嘴上，慢慢将乙醚滴在口罩上进行麻醉。麻醉 时需注意动物的保定（下述）。　　乙醚对呼吸道有刺激粘液分泌的作用，为防止呼吸道堵塞，可用硫酸阿 托品（0.1—0.3mg/kg 体重）皮下或肌肉注射。　　乙醚麻醉易于掌握，比较安全，作用时间短，麻醉后容易苏醒；但要专 人管理麻醉，以防过早苏醒或麻醉过量。　　（2）戊巴比妥纳（pentobarbital sodium）适用于各类实验动物。常配 制成 5%的水溶液，一般由静脉或腹腔注射。戊巴比妥钠作用开始快，一次给 药的麻醉有效时间约 2—4h，不需要特殊照顾。如在实验中需要补充注射时， 可再由静脉注射 1/5 剂量，仍可维持 1—2h。在麻醉过量时，可产生严重的呼吸和循环抑制，导致动物的死亡。　　（3）硫喷妥纳（pentothal sodium）为淡黄色粉末，水溶液不稳定，一 般需使用前配制，常用浓度为 2.5—5%，静脉注射，不宜作皮下或肌肉注射。 静脉注射后作用较快，但苏醒也快，麻醉时间较短，一般约 1.5h。实验过程 中可重复注射，以维持麻醉的深度。（4）氨基甲酸乙酯（ethyl carbamate）又名乌拉坦或脲酯。氨基甲酸乙酯易溶于水，常用浓度为 20—25%。适用于多数动物：狗、猫、兔多用静 脉或腹腔注射，鸟类多用肌肉注射，蛙类用皮下淋巴囊注射。（5）氯醛糖（chloralose）溶解度较小，常用浓度为 1%，使用前须加热促其溶解，但不可煮沸。常采用静脉或腹腔注射，可维持麻醉状态 3—4h。 与氨基甲酸乙酯合并常用于电生理实验中。非挥发性麻醉剂使用简便，维持时间较长，实验中无需专人照管，麻醉深度也较易掌握，因此为大多数实验室采用。其缺点是苏醒缓慢。 常用麻醉剂的剂量和用法见表 1-1。2．麻醉剂的给药途径及方法 非挥发性麻醉剂的给药途径为注射给药法，主要有静脉、腹腔、肌肉、皮下和淋巴囊注射。　　（1）静脉注射 常用静脉注射麻醉狗、兔。狗在麻醉前必须妥善保定， 特别是生狗，以防伤人。保定的方法多为捆绑狗的嘴鼻部。即用粗棉带从下 颌绕到上颌打一结，然后绕向下颌再打一结，再将棉带引至头后，在颈部背 面打第三结，最后再打一活结（图 1-11）。另外，也表 1-1 动物常用麻醉剂的剂量和用法麻 醉 剂
动物种类
给药途径
药物浓度
剂量(mg/kg体重)
维持时间(h)
备 注
乙
醚
各种动物
气管吸入
/
适量
较短
乙醚对呼吸道有刺激作用，可 用阿托品皮下或肌肉注射预防
戊巴比妥纳
狗、猫、兔 狗、猫、兔 鼠类鸟类
静
腔
3 ％
30354050 — 100
2 — 4
麻醉较平稳 麻醉过量时，可用咖啡因、苯 丙胺解救
氨基甲 酸乙酯
狗、猫、兔 狗、猫、兔 鼠类鸟类 蛙类
静脉 腹腔 腹腔 肌肉皮下淋巴囊
20 — 25 ％
10001000100012502000
2 — 4
易溶于水 对器官功能影响较小
氯醛糖
狗、兔 猫 鼠类
静脉 腹腔 腹腔
1 ％
60 — 8060 — 8080 — 100
3 — 4
溶解度较低，可加温助溶，但 不可煮沸。对呼吸及血管运动 中枢影响较小
硫喷妥纳
狗、猫 兔
静脉 静脉
2.5 — 5 ％
15 — 2510 — 20
0.5 — 1.5
溶液不稳定，需使用前配制。 刺激性较大，不宜作皮下或肌 肉注射。静脉注射对心血管及 内脏损害较小，注射宜慢以免 麻醉过深
苯巴比妥纳
狗、猫、兔 狗、猫、兔 鸽
静脉 腹腔 肌肉
10 ％
80 — 100100 — 150300
24 — 72
麻醉诱导期较长，深度不易控 制。不宜作血压实验。麻醉过 量可用苯丙胺、四氯五四烷解 救
可用特制的长柄大铁钳将狗颈部钳住，钳夹后将钳头固定于墙角或地面，此时头部不能自由活动，但不影响呼吸。在狗，最常用于注射和采血的静脉为 前肢内侧的头静脉和后肢小腿外　　侧的小隐静脉。注射前需在注射部位剪毛，用手握压静脉向心端处，使 血管充血膨胀。将注射针头顺血管方向先刺入血管旁的皮下，然后再刺入血 管，此时可见回血。注射者一手固定针头，一手缓缓进行推注（图 1-12）。 静脉注射兔的常用部位为耳缘静脉。兔耳的外缘血管为静脉，中央的血管为动脉。注射前最好将动物放入兔体固定箱内，使兔头露于箱外，以防注射时挣扎。先除 去注射部位的被毛，用左手食指和中指夹住耳缘静脉近心端，使其充血（亦 可用动脉夹夹住），并用左手拇指和无名指固定兔耳。用右手持注射器将针 头顺血管方向刺入静脉（图 1-13），刺入后再将左手食指和中指移至针头处， 协同拇指将针头固定于静脉内，便可缓缓注射。如注射阻力过大或局部肿胀，说明针头未刺入血管，应拔出重新刺入。首次注射应从静脉的远心端开始， 以便进行反复注射。　　（2）腹腔注射 常用腹腔注射麻醉猫和鼠类，狗、兔、鸽、蛙类也可采 用。在进行猫的腹腔注射时，要紧紧抓住颈后皮肤皱襞，迅速将注射针头刺 入腹腔，注射完毕后立即退出针头。猫是易发怒动物，牙、爪均可伤人，为 安全计，最好将猫放入布制口袋内，封口后进行注射，其方法并不难掌握。 在腹腔注射鼠类时，也需注意安全。对小白鼠可采用手持法进行注射（图1-14），即用左手小指和第四指将鼠尾夹住，迅速用其它三指抓住鼠耳及颈 部皮肤，将腹部朝上，右手将注射针头刺入下腹部腹白线稍外侧处，注射针 与皮肤面呈 45°夹角，若针尖通过腹肌后抵抗消失，应保持针头不动，轻轻 注入麻醉剂。腹腔注射应防止把针头刺入肠、肝、膀胱等内脏器官，因此针 头刺入后须轻轻回抽，如无肠内容物、尿液或血液被抽出，表明针头未刺入 内脏。　　（3）肌肉注射 常用肌肉注射麻醉鸟类，注射部位多为胸肌或腓肠肌等 肌肉较发达的部位。猴、狗、猫、兔多选用两侧臀部或股部进行肌肉注射。 固定动物后，右手持注射器，使之与肌肉呈 60°夹角，一次刺入肌肉。注射 完毕后用手轻轻按摩注射部位，帮助药液吸收。（4）皮下注射 在注射麻醉中并不常用。小白鼠的皮下注射通常在背部皮下，可将皮肤拉起，注射针刺入皮下。将针头轻轻向左右摇摆，容易摆动 则表明已刺入皮下，然后注射药物。拔针时，可以手指轻捏注射部位，以防 药液外漏。对大白鼠、豚鼠、兔、猫等可选用背部、大腿内侧或臀部等皮下 脂肪较少的部位进行皮下注射。鸽通常选用翼下部位注射。（5）淋巴囊注射 麻醉蛙或蟾蜍时常用淋巴囊注射。由于蛙类皮肤较薄，弹性较差，抽针后药 液易自注射处外流，故采用胸部淋巴囊注射为宜。方法是将针头刺入口腔粘 膜，通过下颌肌层入皮下淋巴后囊（图 1-15）再行注射。一只动物一次可注射 0.25—0.1ml 升溶液。　　3．麻醉过量的处理 麻醉过量时，可按麻醉剂的不同、过量的程度，采 取不同的处理。如动物呼吸极慢而不规则，但血压和心搏仍正常时，可施行 人工呼吸，并给苏醒剂。若动物呼吸停止、血压下降，但心搏仍可摸到时， 应迅速施行人工呼吸，同时注射 50% 温热葡萄糖　　溶液 5-10ml，并给肾上腺素及苏醒剂。若动物呼吸停止、心搏极弱或刚 停止时，应使用 5% CO2 和 60%O2 的混合气体进行人工呼吸，同时注射温热葡 萄糖溶液、肾上腺素和苏醒剂，必要时可打开胸腔直接按摩心脏。常用的苏 醒剂有咖啡因、苯丙胺、印防己毒素和可拉明等。　　（三）动物的固定 急性在体实验的手术过程中，必须将麻醉动物稳妥地 加以固定，以限制动物的活动，保证实验或手术的顺利进行。一般使用各种 动物的头夹和固定绑带将动物固定于手术台上，但随手术部位和实验内容的 差别，动物的固定方法也不相同。生理学实验中最常使用的动物固定方法有 两种：背位（仰卧位）固定法和腹位（俯卧位）固定法，其中关键性的固定 部位是头部和四肢。1.背位固定法 将动物的背部直接接触手术 台的固定方法。在呼吸、循环、消化、泌尿等实验中均采用此法。各类哺乳动物（兔、狗、猫等）的背位固定法大同小异，现以兔为代表加以说明。　　（1）头部的固定 头部的固定通常使用头夹（图 1-16），有兔头夹、猫 头夹和狗头夹之分。使用时可将相应的头夹固定于手术台前端的直棒上，然 后将已麻醉的动物背位置于手术台上。兔头的固定是将兔头夹的半圆铁圈由 背部夹持于动物的颈部，然后将金属圆铁圈适度地套紧兔嘴，旋紧螺丝，加 以固定（图 1-17），但不可过分压迫鼻部，以免影响呼吸。狗头夹为一较大 的圆铁圈，圈内上部有一直铁棒，其上有一半圆铁圈，均可上下移动，固定 时把狗舌拉出，将狗的嘴鼻部插入圆铁圈内，半圆铁圈的下方，再将直铁棒 插入上下颌之间，犬齿之后，加以固定，然后旋动螺旋，将半圆铁圈下移， 适度地压在动物的鼻梁上。若无动物头夹，也可取线绳代替，即将线绳拉紧 动物的门齿，固定于手术台前端的直棒上，方法简便易行，也可达到固定头 部的目的。　　（2）四肢的固定 在头部固定之后，即可固定四肢。四肢用绑带固定， 先将绑带按图 1-17 打结，再进动物前肢的腕关节和后肢踝关节，将绑带收 紧，后肢的绑带可直接拉紧分别扎于手术台两侧的木钩上。除特殊要求外， 前肢的固定方法应为：将两前肢平放在胸部的两侧，再把捆绑前肢的两条绑 带从动物背部交叉穿过，并压在对侧前肢的前臂上，最后拉紧绑带，固定于 手术台两侧的木钩上（图 1-17）。这样可将动物稳妥地固定于手术台上。2.腹位固定法 是动物的腹部直接接触手术台的固定方法。这种固定法适用进行脑脊髓的实验。兔、猫头部的固定常用马蹄形头固定器（图 1-18）。 其方法是在两侧眼眶下部剪去一小块毛皮，暴露颧骨突，用带 1mm 钻头的骨 钻打一小孔，将固定器两侧的尖头金属棒紧紧嵌入小孔内，加以固定，再调 节固定器中间的金属棒的高度，使其尖端紧嵌在两门齿缝之间，旋紧螺旋固 定之。如果需要头部上仰，可提高固定器前端的垂直铁柱；如需头部下俯， 可将该铁柱放低。动物四肢的固定同前，用绑带缚紧后直接拉紧固定于手术台两侧的木钩上，前肢的绑带可不进行交叉。　　3．蛙类的固定法 蛙和蟾蜍的固定法也分背位和腹位两种。规范的固定 方法是使用蛙腿夹和蛙板，方法较简单。将蛙腿夹套在蛙四肢的腕关节或踝 关节处，拉紧四肢插入蛙板上的小孔内即可（图 1-19）。如无这些器材，可用大头针将四肢直接钉在木板上。 蛙类头部活动不大，一般不作特殊固定。（四）急性动物实验的基本操作技术　　1、手术切口与止血 在哺乳动物体上行皮肤切口之前，需将切口部位及 其周围的毛剪去。剪毛应使用剪毛剪，持剪方法同一般手术剪。剪毛时，应 将剪毛剪的凸面贴近皮肤，依次剪毛，切忌提起毛剪，以免剪及皮肤。剪下 的毛应放入污物筒内，以免到处飞扬，污染环境。做切口前，应注意切口的 大小和解剖结构，一般以少切断神经和血管为原则，同时应尽可能地使切口 与各层组织的纤维方向一致。切口的大小，既要便于手术操作，但也不可过 大。做切口时，先用左手拇指和食指、中指将预定切口上端两侧的皮肤固定， 右手持手术刀，用执弓式或执笔式，以适当的力量，一次全线切开皮肤和皮 下组织，直至肌层。　　手术过程中，要随时注意止血。以免造成手术野血肉模糊，难以分辨血管和神经，延误手术时间。止血方法 第一步：作第一个单结视出血情况 而定。微小血管出血，可用湿热生理盐水纱布按压止血；较大血管出血，需 先找到出血点，用止血钳夹住，而后用线结扎；大血管破损，应准确、快速 止血，否则失血过多，影响实验。实验期间，应将创口暂时闭合，或用温热 生理盐水纱布盖好，以免组织干燥。2、手术结 手术结不仅是外科 手术上的重要技术，也是急性动物实验中的基本技术。手术结有多种，如单结、方结、外科结、脱结、十字结、三叠结等，其中以方结和三叠结最 为安全可靠。在生理学实验中，又以方结最为常用，打结的方法有单手打结 法、双手打结法和持钳打结法几种。单手打结法（图 1-20，1-21）最为方便， 但结线必须留得长些。　　图 1-22，1-23 为持钳打结法。这种打结法适用于结线太短或结扎部位过 深等情况。总之，打结是一种基本技术，在动物实验中经常使用，要经常练 习，熟练掌握。3、颈部手术　　（1）气管分离术 将动物背位固定，剪去颈部腹面的毛，用手术刀在紧 靠喉头下部沿颈部正中线切开皮肤。切口长度：兔、猫约 5-7cm；狗约 10cm； 大白鼠或豚鼠的 2.5-4cm。在气管正腹面用手或止血钳分层分离皮下结缔组 织，即露出胸骨舌骨肌。此肌起于胸骨，止于舌骨体，位于颈腹面正中线， 覆盖于气管腹面。用止血钳由正中线将胸骨舌骨肌分开，即可　　（2）颈外静脉分离术 哺乳动物的颈外静脉壁薄粗大，且分布很浅。位 于颈部皮下、胸骨乳突肌（狗为胸头肌）外缘。分离该静脉时，可用左手拇 指与食指捏住切口一侧的皮肤，再向外翻，可将暗紫色的粗大静脉翻于食指 上。用玻璃解剖针或细止血钳由静脉外侧分离结缔组织，即可将颈外静脉分 离出来，然后穿线备用。（3）颈总动脉分离术 颈总动脉位于气管外侧，腹面被胸骨舌骨肌和胸骨甲状肌所覆盖。分离时，可用左手拇指和食指捏住已分离的气管一侧的胸 骨肌，再稍向外翻，即可将颈总动脉以及神经束翻于食指上。用玻璃解剖针 或止血钳轻轻分离动脉外侧的结缔组织，便可将颈总动脉分离出来，最后穿 线备用。注意：颈部神经与颈总动脉被结缔组织包绕在一起，形成血管神经 束。在分离动脉时，应注意神经的部位与走行，切勿伤及与其伴行的神经。　　（4）神经分离术 在分离颈总动脉的基础上，提起动脉，即可看到粗细 不同的神经，用玻璃解剖针小心分离其外的结缔组织，一般分离出 2cm 即可 穿线备用。颈部的神经分布因动物的种类而不同，以下介绍常用实验动物兔、 猫和狗颈部神经的特点。兔颈部的血管神经束内有 3 条粗细不同的神经，其 中迷走神经最粗，呈白色，一般位于外例；交感神经稍细，略呈灰色，一般 位于内侧；减压神经最细，位于迷走神经与交感神经之间，减压神经属于传 入性神经（参见图 4-17）。猫的迷走神经与交感神经并行，迷走神经较粗， 交感神经较细，减压神经并入迷走神经中。狗在颈总动脉背外侧有一条粗大 的迷走交感干，迷走神经的结状神经节与交感神经的颈前神经节相邻。迷走　　神经从第 1 颈椎下面进入颈部，与交感神经干并行，被一结缔组织鞘所包绕， 形成迷走交感干，在进入胸腔后，两神经才分开、移行。　　4．腹部手术 在动物实验中，腹白线是腹部切口的常用部位。腹白线是 位于腹中线下面的白色健膜线，从胸骨的剑突隆起直至耻骨联合。腹白线为 较宽的结缔组织间层，神经血管分布极少。因此，通过腹白线所作的腹正中 切口，不伤及肌肉、神经和血管，对动物损伤较小，较少出血。腹正中切口 的长度因实验的要求和动物的种类而不同。如在观察兔胃和小肠运动的实验 中，需在胸骨剑突下方作 8-10cm 的切口，才能充分暴露胃和小肠。而在兔尿 形成的调节实验中，只需自耻骨联合向前作 2-3cm 的切口，即可将膀胱引出。 兔左侧内脏大神经的分离可通过腹部，也可通过背部，这里仅以前者加 以说明。将兔背位固定，剪毛，沿腹白线由剑突向后作 8-10cm 的腹正中切口。 以温热生理盐水纱布包住胃肠道，并推向右侧。在左侧腹腔后壁找到左肾， 在肾脏上方，紧贴腹主动脉与左肾动脉夹角的上方，可见一杏黄色肾上腺。 用止血钳分离肾上腺附近的脂肪组织，并向肾上腺斜外上方分离，在腹膜下隐约可见一乳白色的细神经与腹主动脉并行，此即为内脏大神经。它由肾上腺外上方通向肾上腺，并在 通向肾上腺前形成两条分支，分支交叉处略膨大，此即为腹腔神经节。小心 分离内脏大神经，并穿线备用。5．股部手术 股部血管与神经在动物实验中 也较常用，如插入心导管、测压、注射和采血等，股部血管和神经在股三角 处通过。股三角为股部手术的常用部位。股三角是指耻骨肌与缝匠肌后部的 后缘之间所形成的三角区。在股三角内，有股动脉、股静脉和股神经通过。 血管与神经分离术：将动物背位固定，先用手指在股部内侧面根部触摸 动物搏动部位，剪去该部位的被毛，用手术刀沿血管平行方向作一 4-5cm 切 口。用止血钳分离皮下结缔组织，再将耻骨肌和缝匠肌的交点处分离，并将 缝匠肌后部向外拉开，其下方可见筋膜包绕的神经血管束（图 1-24）。用蚊 式止血钳细心分离其结缔组织膜，即可将血管和神经分离出来，并穿线备用。 血管神经的自然位置为，股静脉位于内侧，股神经位于外侧，股动脉位于两者之间。　　（五）采血技术 由于实验动物不同，实验需要和采血数量有别，所选用 的采血方法也不相同。这里仅介绍几种实验动物的常用采血技术。1．兔和豚鼠　　（1）心脏采血 将兔或豚鼠背位固定，剪去左侧胸部相当于心脏部位的 被毛，用碘酒和酒精消毒皮肤，选择心脏跳动最明显处作穿刺。一般由胸骨 左缘外 3mm 处刺入兔的第三肋间隙；在豚鼠，则刺入第 4-6 肋间隙。穿刺时， 最好用左手触诊心脏，以作配合。当针头接近心脏时，就会感到心脏的跳动。 这时需将针头再向里穿刺，便可进入心室。由于心脏的搏动，血液会自然进 入注射器。如认为针头已进入心脏，但抽不出血液，可把针头稍微退出或进 入一点。心脏采血经 6-7 天后，可以重复进行。采血量：在兔一次可取血液20-25ml，在豚鼠可取 6-7ml 血液。　　（2）兔耳中央动脉采血 将兔置于兔固定箱内，用酒精棉球擦揉兔耳片 刻，使其充血。在兔耳中央有一条纵行、较粗、颜色鲜红的中央动脉。用左 手固定兔耳，右手持注射器，在中央动脉的末端，沿动脉平行地向心方向刺 入动脉，轻轻抽动针筒，即可见血液进入注射器。一次可采血约 15ml（采血　　后应注意止血）。采血一般使用 6 号针头，不可太细。需加注意的是，兔耳 中央动脉易发生痉挛性收缩，因此，采血前必须使兔耳充血。当动脉扩张， 未发生痉挛性收缩前立即进行抽血，时间过长，动脉会发生较长时间的收缩， 采血难以进行。　　此外，兔和豚鼠还可采用股静脉、颈静脉、股动脉、颈总动脉采血，一 般需行动、静脉分离术，而后采取。2．小白鼠和大白鼠　　（1）颈静脉或颈动脉采血 将鼠麻醉后背位固定于手术台上，剪去一侧 颈部外侧的被毛，作常规颈静脉或颈动脉分离术。用注射器针头沿血管平行 方向刺入，抽取所需血量。此法采血量：体重 20g 小白鼠可采血 0.6ml 左右； 体重 300g 大白鼠可采血 8ml 左右。同法也可选用股动脉或股静脉采血。（2）尾静脉采血 将鼠放入固定筒内，露出鼠尾。用手揉擦或用温水（45—50℃）加温鼠尾，也可用二甲苯等涂擦鼠尾，使尾静脉充血。用剪刀剪断 尾尖（小白鼠 1—2mm，大白鼠约 5—10mm）后，即可流出血液。如血流不畅， 可用手轻轻从尾根部向尾尖部挤压数次，可取到数滴血液。　　如实验需要间隔一段时间而多次采血时，每次采血可将鼠尾剪去很小一 段。采血后，用棉球压迫止血，并立即用 6% 液体火棉胶涂于尾部伤口处， 使之结一层火棉胶薄膜，以保护伤口。此外，也可采用尾静脉交替切割法进行间隔、多次性采血。方法是用锋利手术刀片在尾部切一小口，切破一段尾静脉，血液即由伤口流出（图 1-25）。此法每次可采 0.3—0.5 ml 血液，可供—般血常规实验。尾部的 3 条 静脉可交替切割，并由尾尖部向尾根部逐次切割，以保证连续多次使用。切 割后用棉球压迫止血，约 3 天后即可结痂痊愈。此法在大白鼠采血时较为常 用，效果较好。（3）眼眶后静脉丛采血 先制作硬质玻璃吸管，管长 7-10cm，一端管径为 0.6 mm，壁厚为 0.3mm 的毛细管，另一端逐渐扩大呈喇叭形。采血部位是 眼球和眼眶后界之间的眼眶后 静脉丛。采血时，用左手从背部捉住动物，以食指和拇指握住颈部，利用对 颈部所加的轻压力，使头部静脉血液回流困难，眼球充分外突，以辨认眼眶 后静脉丛（图 1-26）。右手持消毒的吸管，将其尖端插入内侧眼角，并轻轻 由鼻侧眼眶壁平行地对着喉头方向推进，约 4—5mm 即达眼眶后静脉丛。把玻璃吸管取水平位，稍加吸引，血液即流入吸管。 为防止血液凝固，采血前可用 1%肝素溶液湿润吸管内壁。采血后，将吸管拔出，同时放松左手使出血停止。用此采血法一次可采取小白鼠血液0.2ml，大白鼠血液 0.5ml，一般不发生术后穿刺孔出血或其它合并症。还可 根据实验需要，于数分钟后在同一穿刺孔重复采血。除小、大白鼠外，豚鼠 和兔也可从眼眶后静脉丛采血。3．狗和猫 狗、猫的采血可用前、后肢皮下静脉。 其基本方法与静脉注射法相同（参见图 1-12）。需加注意的是抽血时速度要慢，以防针口吸着血管壁。此法一般可抽取 10—20ml 血液。此外，还可 采用颈静脉、颈动脉、股动脉取血，基本方法见颈部手术和股部手术。如实 验需要抽取大量血液，可用心脏采血法，其方法与兔的心脏采血略同。4．鸽、鸡和鸭　　（1）翼根静脉采血 鸽和鸡常采用翼根静脉采血法。采血时，可将翼部 展开，露出腋窝部，将羽毛拔去，即可见到明显的翼根静脉。由助手将动物 固定，用碘酒、酒精消毒皮肤。用左手拇指、食指压迫此静脉的近心端，使血管怒张。右手持连有5 1 号针头的注射器，由翼根部向翅方向沿静脉平行　　　　　2刺入血管，即可抽取血液（图 1-27）。　　（2）翼下肱静脉采血 鸭可从翼下肱静脉采血。采血时，将鸭背位固定 于手术台上，剪去翼下靠躯干的羽毛，残留的绒羽可用手拔去。在靠近躯干 部的翼下可见到皮下有一条深蓝色的肱静脉，便可用注射器由此处采血。（六）动物的处死方法　　1．脊椎脱臼法 用左手拇指和食指捏住小白鼠头的后部，并用力下压， 右手抓住鼠尾，用力向后上方拉，即可使颈椎脱臼，瞬间死亡（图 1-28）。　　2．空气栓塞法 向动物静脉内注入一定量的空气，使之发生栓塞而死亡。 狗、猫、兔、豚鼠均可用此法处死。兔一般选用耳缘静脉，狗由前肢或后肢 皮下静脉注射。兔、猫等静脉内注入 20—40ml 空气、狗注入 80—150ml 空气 即可致死。3．放血致死法 轻度麻醉动物后，固定于手术台上。行股部手术，暴露股三角区。分离股动脉，并插一根塑料管。打开动脉夹，使血液流入容器内。 一般动物 3—5min 内即可致死。除股动脉外，常用选用颈总动脉放血。此法 处死动物较为安静，对内脏器官无损伤，是采集病理切片标本、同时采集血 液的一种较好的方法。狗、兔、猫等均可采用此法处死。（解景田）第三节 生理学常用仪器　　生理学常用仪器这一命题是十分广泛的，而且各院校所使用的仪器不 同，这里只能作粗略地介绍。为了让学生了解生理学仪器的发展，近代出现 的电子仪器和经典型的生理仪器同时介绍，但以前者为主。　　生理学仪器一般由四大部分组成，即刺激系统、探测系统、信号调节系 统和记录系统。为使机体或离体组织细胞兴奋，需要给予刺激，常用的刺激 装置为电子刺激器和感应电刺激器。当生理现象是电信号时，探测系统可以 是引导电极，包括记录单细胞电活动的玻璃微电极以及记录群细胞电活动的 粗大金属电极。当生理现象为其它某种能量形式时，如机械收缩、压力和声 音等，探测系统又可以是换能器。由于生物电信号较为微弱，信号调节系统 则是一种放大器或放大器的组合。经典实验中各式各样的杠杆和传动装置也 起着信号调节作用。记录系统通常使用示波器或笔式记录仪。记纹鼓是一种 经典的记录仪，国内外通常列入常用生理仪器加以介绍。图 1-29 表示这些仪 器的配置。一、刺激系统多种刺激因素，如光、声、电、温度、机械及化学因素等都可使可兴奋组织产生生理反应。但实验生理学中应用最广泛的是电刺激，因为这种刺激 易于控制刺激参数，对组织没有损伤或损伤较小。常用的刺激系统包括电子 刺激器或感应电刺激器、刺激隔离器和各种刺激电极。　　（一）电子刺激器 电子刺激器是一种能产生一定波形的电脉冲仪。所产 生的波形大致有方波、正弦波和锯形波。其中最常用的是方波。其原因不仅 是波形简单，易于控制刺激参数，包括刺激强度、刺激时间和刺激频率，而 且方波的上升时间快，从几μs 至几十μs，这种陡峭的前缘刺激电流对生物 组织是较为有效的刺激。　　刺激强度是指方波幅度，可用电压或电流强度表示。电流强度一般从几 μA 至几十 mA，电压可在 200V 以内。刺激强度过小，不能使细胞膜静息电位 降低至阈电位而引起细胞兴奋：强度过大，可引起组织内电解和热效应而使 其损伤和破坏。因此在实验过程中，过强过弱的刺激均应避免。　　刺激时间是指方波的持续时间，又叫波宽（图 1-30）。一般刺激器的持 续时间从几十μs 至数 s。 采用单向方波刺激时，刺激时间不宜过长，否则 将产生损伤效应。为了减少引起组织损伤的电解和热效应，应尽量缩短刺激 时间，并采用正负双向方波刺激。另外，使用最佳刺激时间与刺激强度的大 小密切相关。据认为若选用波宽为 1ms 的双向方波刺激，方波振幅以 10V 为 佳；若波宽减少至 0.5ms，振幅常需加大至 40—50mV。在连续刺激时，还可调节刺激频率。刺激频率是刺激方波的重复频率，一般少于 1000 次/s。刺激频率过高时，可能有一部分刺激会落于组织的不应 期而无反应，使刺激与生理效应不能同步。刺激频率的选择随被刺激组织的 不同而变化。一般认为，在生理学实验中，刺激频率以 60—100 次/s 为佳。 应用连续刺激时，还可根据实验需要调节“串长”。“串长”表示以重复频 率不断输出刺激方波可持续的时间，即一连产生数个方波的时间。电子刺激器除可调节上述刺激参数外，尚有其它功能可供使用。总周期是同步脉冲的周期，同步脉冲表示一次刺激的时间起点（图 1-30）。同步脉 冲输送到整个实验系统中，使各仪器有共同的时间起点，以保持时间上的同 步。在电生理实验中，刺激器的同步输出可将同步脉冲送到示波器的同步输 入，而触发其一次扫描；也可送到另一台刺激器，使二台刺激器之间保持特 定的时间关系。从同步脉冲到刺激方波的出现，这段时间称为“延时”。调 节“延时”， 可使方波或方波刺激所引起的生理反应出现在示波器荧光屏上合适的位置， 以便观察和记录。两台同步的刺激器也可通过调节各自的“延时”来改变其 先后次序和时间间隔。这些设计为特殊的实验方案提供了方便条件。　　刺激伪迹与刺激隔离器：生物体是一个容积导体。实验时，由于刺激器 输出和放大器输入具有公共接地线，使得一部分刺激电流流入放大器的输入 端，而使记录系统记录一个刺激电流产生的波形，即刺激伪迹。为了减小刺 激伪迹，常用一刺激隔离器。使刺激电流的二个输出端与地隔离，切断了刺 激电流从公共地线返回的可能，从而减小伪迹。　　生理实验三用仪：这是一种供学生使用的简易电子刺激器，同时包括记 时器和记滴器部分。三用就是可用来刺激组织、记时和记滴。三用仪输出的 刺激脉冲基本上是方波，分为单刺激和连续刺激。单刺激可用手控，刺激强 度，由弱到强可连续调。有些三用仪的波宽可分档调节，连续刺激的刺激频 率也分档控制。　　　　生理学实验常常需要时间标记，以便确定在单位时间内某生理反应量的 变化，三用仪为此提供了时间指标。使用时可将电磁标插入三用仪的“记时 磁标”插孔，把计时旋钮调至实验所需的位置，磁标便可于记录系统上作出 所规定的时间标记。另外，在特定的实验中，对尿液、消化液的分泌等需要 记滴，记滴时将“受滴电极”插头插入“受滴输入”插孔，当液滴流经“受 滴电极”时，接通电路一次，电磁标便在记录仪或记纹鼓上记录一次。　　我国生产的生理实验三用仪种类繁多、型号不一，难于用某一产品为代 表作系统介绍。实验时，教师可根据本实验室所用仪器边示教边介绍。　　（二）感应电刺激器（感应电极）刺激生物组织用的经典仪器是感应电 刺激器，主要由原线圈和副线圈组成（图 1—31）。当接通或切断原线圈中 的直流电流时，副线圈即出现瞬时的感应电流，以刺激组织。刺激电流的波 形先是急剧上升，继而呈指数衰减。刺激波形的幅度（刺激强度）取决于两 线圈之间的互感，即两线圈之间的距离和角度，衰减时间取决于副线圈的自 感及生物组织的电阻。由于副线圈的自感现象，使断电刺激大于通电刺激。 感应电刺激器的刺激方式有两种，即单个电震和连续电震。单个电震时，通电和断电各产生一次感应电流。连续电震时，原线圈的电流通过断 续器而忽通忽断，副线圈就产生连续的感应电流。感应电刺激器的缺点是输出的波形不稳定，单个电震的刺激时间和连续电震的刺激频率均无法控制和调节，因此已为电子刺激器所取代。　　（三）铜锌弓 铜锌弓（Galvani 镊子）是生理学实验中检验所制备标本 的机能活动性最常用而简易的刺激器。由铜片和锌片两种金属制成，最早由 Galvani 所创制，故称 Galvani 镊子（图 1-32）。　　铜锌弓具有刺激作用是因为金属与溶液之间产生电位差，即电极电位。 通常将金属浸在电介质溶液中（如 Zn），便溶解而成 Zn 离子，而在 Zn 的里 面则形成负离子。Cu 在溶液中则相反。金属与溶液之间便产生了电位差—— 电极电位。如果将 Zn 和 Cu 一端接触，则在接触部位电流由 Cu→Zn 方向流动； 而在溶液中则相反，由 Zn→Cu 流动。当铜锌弓接触组织时（注意：表面必须 湿润），电流便沿 Zn→可兴奋组织→Cu 方向流动，产生刺激作用。这样，铜 锌弓好象一个电池，Zn 就象其阳极，Cu 象阴极而发挥作用。神经或肌肉的电 刺激阈值非常小，所以仅用铜锌弓接触，即可构成刺激，以便检验组织的机 能活动性。　　（四）刺激电极 刺激电极多用金属制成。根据其性能可分为普通电极、 保护电极和乏极化电极等（图 1—33）。　　普通电板和保护电极多用银丝或不锈钢丝制成，一般将两条金属丝镶嵌 在有机玻璃或电木框套内，刺激端裸露，作为细胞外刺激用。保护电极的绝 缘框套在刺激端弯曲成钩状，金属丝包埋其中，金属丝仅保留钩内一面裸露， 以便施加刺激时，保护其周围组织免受刺激。　　由于金属电极与生物组织接触后通以直流电产生上述电极电位，从电极 上测得的电位差是电极电位与生物电动势的叠加，这就干扰了生物电的测 量。为了避免或减小电极电位的产生，电生理学实验中通常选用乏极化电极（nonpolarizable electrode）。图 1—33(C)是一种乏极化的锌-硫酸锌电极。更为常用的乏极化电极是银-氯化银电极。这种电极的 AgCl 镀层可使 Ag-和 Cl-在电极和电介质之间自由地移动，以对抗电极电流的形成。 Ag·AgClAg+Cl-+Ag+当这种电极接正电位时，Cl-和 Ag 电极结合而生成 AgCl 的过程加强，银-氯化银电极上又多生成一些 AgCl。由于电极上原已存在大量 AgCl，新生成的 AgCl 并不明显地改变电极和周围溶液之间的电位差，因此电极电位变化很 小。如果电极接负电位，则电极上的 AgCl 减少，同理，电极电位变化也不大。 可见，电极电位稳定是银-氯化银电极的主要优点。　　制备银-氯化银电极的方法是，取银丝或银片，先用细砂纸擦光，然后用 石油醚擦干净（注意：勿用手再接触银丝）。将两条银丝用导线与 1.5V 的电 池连接，并将两条银丝浸入 0.1mol/LHCl 溶液中。让电流流过 30s，然后变 换电流的方向。如此重复 3 次，银丝上便渡上一层薄薄的 AgCl，呈暗灰色。 由于 AgCl 具有感光性，因此，“氯化”的电极需在暗处保存，最可取的保存 方法是将电极放入任氏液中。二、探测系统　　（一）玻璃微电极 微电极作为生理学仪器探测系统的一部分，广泛应用 于单细胞电活动的测量。微电极包括金属微电极（可用不锈钢丝、钨丝、铂 丝等制作）和玻璃微电极。玻璃微电极技术首先由 Hogg 等（1934）应用于动 物细胞，又为后人所完善和发展，今已广泛应用于电生理学的研究中。玻璃 微电极的制备法有多种，这里只介绍最基本的。1．玻璃毛细管的选择与预处理 玻璃微电极是用已制备好的玻璃毛细管加热后拉制而成。毛细管以 GG-17 或 GG-95 的硬质玻璃管为佳。因为其软化 点、化学稳定性和电阻率较高，而热膨胀系数较低。毛细管的外径一般为 1—2mm，内径应近于总直径的 2/3。在我国，已有这种玻璃毛细管出售。买来的毛细管最好进行预处理，其方法如下：①用清洁液（浓硝酸和浓硫酸各250ml 配制而成）浸泡毛细管 1—2h；②取出后用自来水冲洗 30min；③放入 盛有蒸馏水的烧杯中加热煮沸 10min；④再用蒸馏水反复冲洗 3 次；⑤取出 后放入烘箱中烘干备用。2．玻璃微电极的拉制 使用设计合理的微电极拉制器拉制微电极十分方便而易于掌握。目前，国内外的微电极拉制器类型繁多，结构不尽一致，但 拉制原理基本相同。基本分两大类：垂直型和水平型。当玻璃毛细管在固定 的位置被可调的电热丝加热软化后，靠毛细管下面的重力或拉力，将毛细管 拉成两根微电极，同时电热丝的电流立即被切断。可见，微电极拉制主要依 靠调节电热丝的电流以控制温度以及其下的重力或拉力。多数拉制器采用电 磁铁产生的拉力，其优点在于拉力可以调节。在毛细管未完全软化前，拉力 可以调节得较小或仅依靠一定的重力，将毛细管慢慢拉长，待毛细管溶化后， 再突然加大拉力，这样可以在毛细管温度较高时再迅速下拉，因而可以拉出 尖端外径小于 0.5μm 的玻璃微电极。一只合格的微电极应包括茎部、肩部、 锥部和端部四部分（图 1－34）。　　3．微电极的充灌和保存 拉制的微电极要灌注 3mol/L KCl 溶液。微电极 的充灌方法较多，如加热减压法，直接充灌法等。如果所用玻璃毛细管内附 数根玻璃微管，那么直接充灌法则极为简便，其方法是：取 5ml 注射器一只， 内充 3mol/L 玻璃微电极 KCl 溶液。将长而细的针头或尖端较细的塑料管由微　　电极茎部插入，直至肩部和锥部的交界处，用注射器将 KCl 溶液灌入微电极， 溶液靠毛细管作用进入锥部和端部。注意微电极内不得有气泡。直接充灌法 的成功率一方面取决于玻璃毛细管的预处理。如预处理良好，毛细管内洁净， 则溶液易进入微电极锥部直达端部。另一方面也取决于 KCl 溶液纯净和清洁 程度。一般要求 KCl 试剂为 A.R.二级分析试剂，用双蒸馏水配制，配制好的KCl 溶液需用分析滤纸过滤 2 次。 玻璃微电极的保存方法很多，比较简而易行的方法是用大培养皿保存，即取一培养皿，下放滤纸垫底，其上放置一块宽、高约为 1.5cm、长度与培 养皿直径相等的泡沫塑料，其上每隔 0.5cm 切一小口。用自来水将滤纸和泡 沫塑料完全浸湿，将充灌好的微电极置于泡沫塑料上的小切口内，加盖后放 入冰箱中保存。用这种方法保存微电极的有效寿命大约是一周或一周以上。 由于机械振动、表面张力、干燥、KCl 溶液出现杂质或沉淀物等原因，试图 长期保存已充灌的微电极是难以作到的，因此，应尽可能地缩短充灌微电极 和进行微电极实验之间的时间。　　4．微电极阻抗的测量 在细胞内记录的微电极实验中，微电极端部的直 径是十分重要的参数。如端部直径过大，既不可能得到正确的静息电位数值， 也不可能稳定地记录电位。因此，在实际应用中，必须了解微电极端部直径 的大小。实验前，可在显微镜下用测微尺直接测量端部直径的数值。但更多 的是采用测量阻抗法间接地了解直径的大小。在一般情况下，微电极的阻抗 可以反映端部的粗细。因此，可以通过测量阻抗来判断微电极端部的内径。 有些微电极放大器本身设有测量微电极阻抗的线路，可按照说明在实验前或 实验中随时进行测量，较为方便。如不具此种微电极放大器，也可用电子管 电压表（万用表）测量。一般说来，微电极端部直径在 0.5μm 左右，其阻抗为 10—50MΩ，端部越细，阻抗值越大。记录犬、猪、兔、豚鼠、大白鼠等心室肌细胞电活动的微电极的阻抗达 15—30MΩ即可。　　（二）换能器 换能器（传感器）是指将一种能量形式转变成另一种能量 形式的装置。作为探测系统的组成部分，可将非电性质的生理现象，如机械、 声、光、磁以及温度等能量形式转变为电信号。然后把这种电信号经过前置 放大器放大，显示或记录在示波器或记录仪上。换能器的种类繁多，如压电换能器、声电换能器、光电换能器以及温电换能器等。其中以压电换能器在生理学研究中应用最为广泛，它可以测量机 体的各种压力变化（血压、胸内压、肺内压、心腔内压及消化管内压等）， 和在体及离体组织或器管的舒缩活动情况，这里将着重介绍。另外，目前能 供生理学研究应用的商品换能器为数不多，因此，需根据实际需要，设计、 制作符合实验要求的换能装置。　　1．压电换能器 压电换能器可用应变片制作，应变片有电阻丝应变片和 半导体应变片两种，它们通常安装于惠斯登（Wheatstone）电桥的线路中（图1—35）。图中 R1—R4 分别为 4 个电阻。在正常情况下 R1=R2，R3=R4，所以在 Y 点和 Z 点之间不存在电位差（e0），此为电桥平衡。如果 R1 和 R4 的阻值增加，而同时 R2 和 R3 的阻值降低，那么 Y 点和 Z 点之间便可记录到电位差，并且此电位差与电阻的变化是成比例的。e0=E·△R/R如果用电阻丝应变片元件代替 R1 和 R3，这就构成了电阻丝式应变片压电换能器的电桥电路。电阻丝应变片是一种力敏元件、具有压阻效应，受拉伸 长时阻值变大，受压缩短时阻值变小。这种应变片的基本特性可从导线电阻 公式出发加以推导。导线的直流电阻公式为：R=ρl/A式中ρ表示电阻率；l 表示导线的长度；A 表示导线的横截面积。 对上方程式两边取自然对数得：InR=Inρ+Inl-lnA经微分后得：△R △ρ△l △A? ? ?R ρ l A　　由此可见，电阻丝应变片电阻的变化受下述 3 种因素的影响：①电阻丝 长度的相对变化，△l/l；②电阻丝截面积的相对变化，△A/A；③电阻丝电 阻率的相对变化，△ρ/ρ。主要由承受压力的压力室和应变片组成。压力室可用金属波纹管、波纹片或 橡皮薄膜制作，其上有开口通过接管 g 与被测压力的部位连接。压力室外通 过接管 h 与外界相通，可用来测定压差。两个应变片贴于弹性应变梁两侧。 应变梁的一端可通过杠杆连于压力室底部正中，另一端固定。应变片连入惠 斯登电桥。压电换能器的测压原理是：当压力室内的压力通过接管 g 随被测 部位的变化而伸缩时，就推动或牵张弹性应变梁，其上、下的应变片也随之 弯曲或伸直，电阻值也发生变化，电桥失去平衡，电信号输出。电信号输入 记录系统，示波器或记录仪，就可记录下相应的压力变化。毫无疑问，这种电阻丝式应变片压电换能器主要用于压力的测量。但如改变制作方法，将 应变片贴在用有机玻璃制做的弹性应变梁的上、下两侧，制成电阻应变心脏 收缩幅度换能器（图 1—37），则可记录力或位移的变化。可见，同一种应 变片力敏元件，设计制作不同，可以用来测量不同的指标参量。此外，也可 用电抗元件电感器制作可变电感式换能器，来测量力或位移等非电量生理现 象。2．光电换能器 这类换能器主要用光敏元件——光电管或光电池制作。基本原理是将光线强弱的变化转变为电流的变化。此变化的电流转变为电 位，可直接引进示波器或记录仪。这类换能器也可用来测量位移或压力变化， 甚至测量小动物的自发活动及脉搏的变化等，如光电池制作的压力换能器及 拉力换能器。三、信号调节系统　　（一）前置放大器 在生理学实验中，无论是直接引导的电信号，还是经 过换能器而间接得到的电信号，都是极其微弱的，一般都是 mV 级，有的甚至 是μV 级，必须经过放大器的放大，才能在示波器或记录仪上显示或记录变 化的波形。前置放大器的作用是将微弱的生物电信号进行初步放大，供主放 大器再放大。放大器的种类繁多，按其用途可分为电压、电流和功率放大器；依其放大的频率可分为直流（呼吸、脉搏等）、低频（动作电位等）、高频及视频 放大器；按其耦合方法可分为直流耦合、阻容耦合和变压器耦合放大器等。 这里仅就正确使用放大器的有关性能指标作一简单介绍。放大器的主要性能指标：　　(1) 频率响应 放大器对不同频率的信号具有不同的放大倍数，只能对某 一范围内的频率有基本相同的放大作用。其上限频率与下限频率之间的频率 范围，就是放大器的频率响应范围，称为放大器的通频带。在选择放大器时， 必须适合所要放大的生理信号的频率范围。一般生物放大器要求频率响应范 围是：交流放大器 10—15kHz；直流放大器 0—10kHz。　　(2) 时间常数 时间常数的正确与否对图形的清晰、正确、不失真起着极 其重要的作用。在电生理学实验中，为了适合记录各种快变化或慢变化电位， 特在前置放大器的输入端或前极和后极放大器之间加装时间常数选择（即 高、低频补偿或衰减）电路。在记录快变化电位时，时间常数可选小些（如0.001s）；而记录慢变化电位时，时间常数则需加大（一般为 2s）。记录中 枢神经系统电活动时，时间常数不应小于 0.1s。时间常数的选择可参考表1-2。　　(3) 放大倍数 表示放大器放大信号的能力，说明放大器灵敏度的高 低。前置放大器主要是进行电压放大，可用电压放大倍数 Ku 表示。输出电压Ku（电压增益） =输入电压　　可见，电压放大倍数是放大器输出电压与输入电压的比值，一般可用直 接测量法测出输出与输入电压的大小来计算。在电生理实验中，放大器放大 倍数的选择需根据所研究的生物电信号的大小而定。如在记录神经或心肌纤 维的跨膜电位时，灵敏度可调节在 5-10mV/cm；而在记录在体神经的电活动 时，则灵敏度应调至 50—100μV/cm。记录各种生物电活动时灵敏度的选择 参考表 1-2。表 1—2 放大器灵敏度与时间常数调整表项 目
AC DC
灵 敏 度
时间常数(s)
在体神经离体神经膜电位耳蜗电位视网膜电位心 电心 音肌 电脑 电
ACACDCACACACACACAC
50 — 100 μ V/cm1mV/cm5mV/cm0.5 － 1mV/cm50 — 100 μ V/cm0.5 — 1mV/cm专用前放100 μ V/cm100 μ V/cm
0.01 — 0.12∞0.1220.01 ±0.03 ±0.3 ±
(4)信噪比任何一个放大器，除把有用的生物电信号放大外，还同时把一些无规则变化的电压或电流加以放大。这样杂乱无规则的电压或电流叫做放 大器的噪声。在电子学上，常用信号噪声比（信噪比）来表示放大器放大微 弱信号时的这一性能。信噪比 =信号功率 噪声功率　　可见，只有信噪比大于 1 或甚大于 1 时，微弱信号才能有效地加以放大。 否则，放大器的放大倍数再高也无济于事，因为信号和噪声都以同样的放大 倍数放大。例如，人的脑电只有几十μV，如果脑电图机的噪声等效到输入端 的噪声电压为 100μV 以上，那么脑电波就被淹没在噪声之中，无法分辨。所 以信噪比也是放大器性能的重要指标。一个良好的生物放大器，必须信噪比 和放大倍数都大。　　放大器的噪声来源有内源性噪声和外源性噪声两种。内源性噪声是放大 器本身的器体或附属设施所产生的，如晶体管和电阻等由于电子的热运动而 产生的热噪声。外源性噪声来自外周的交变电磁场或电磁波辐射，一般把这 种噪声称为干扰。区别放大器噪声和干扰的方法是将输入端接地，示波器上 留下的噪声电平是放大器噪声，而接地后所消除的噪声部分为外界干扰信 号。　　在电子设备中，抑制噪声和排除干扰的有效措施是屏蔽和接地。如对干 扰源施加屏蔽，屏蔽实验仪器、特别是实验对象等均可有效地排除干扰。一 般电生理实验最好在屏蔽室或屏蔽箱内进行，所用仪器均应为金属机壳，各 仪器间的连接线都应用屏蔽线，特别是对放大器的输入线以及前放与主放之 间的连接线更应做好屏蔽，尽量缩小接头处的裸露部分。所有屏蔽都应良好 接地。接地就是将某个点和一个等电位点或等电位面用低电阻导体连接起 来，以构成电路和系统的基准电位。因此该点电位即为大地电位。电生理实 验均应采取接地系统，以保证安全并为信号电压提供基准电位。对于接地的 方式，一般认为电生理实验以采用并联一点接地的方式为宜。噪声与干扰是 电生理实验的大敌，在实际工作中往往需要花费很大的气力和很长的时间去 解决。但是，妥善地把屏蔽和接地结合起来，并对接地方式认真地加以考虑， 就可以解决大部分噪声和干扰问题。(5)输入阻抗与输出阻抗阻抗匹配在放大器放大过程中也占有很重要的地位，也是保证放大器从信号源将信号顺利地检出、放大和显示的一项主要 指标。放大器的阻抗匹配关系好象电池的内阻一样，如果内阻很低，接上相 应的灯泡就会很亮；内阻增大，灯泡变暗；内阻很高时，灯泡几乎不亮。在 放大器中，也存在输入阻抗与输出阻抗之间的搭配关系。一般说来，对于一个多级放大器，特别是生物放大器，要求较高的输入阻抗（1MΩ以上），这样可以减小信号源的负担，减少生物信号的损失。在 微电极的研究工作中，由于微电极尖端极细（一般 0.5—1μm），内阻很高（一般 10—20MΩ或更高），这就要求微电极放大器具有特别高的输入阻抗（一般高达 10000MΩ），否则，信号源内阻很高，引起输出的微弱生物信号 的电压大都降落在这个电阻上，使放大器真正得到的输入信号极小。所以必 须进行阻抗变换，使放大器的输入阻抗提高并远远大于微电极的输入阻抗才 行。此外，还要求输出级的输出阻抗比较低，以便能够带动更大的负载。因 此，放大器的输入和输出阻抗常常是其性能优劣的标志。　　（二）生理学实验中的传动装置在经典的器官生理学实验中，信号调节 系统包括各种传动装置及有关杠杆。它们不仅能够传动生物信号（主要是位 移和压力信号），而且也具有一定的放大作用。这里主要介绍肌槽杠杆、等 长杠杆、万能杠杆、检压计以及马利氏气鼓。　　　　1．肌槽杠杆肌槽杠杆（图 1—38）是肌肉收缩的传动和描记装置，有槽 式和平板式两种。肌槽或平板由电木制成，用以放置和固定神经肌肉标本，肌槽的一侧附有固 定股骨的螺丝。肌槽一端有可以移动的等张杠杆，另一端附有乏极化电极的 固定支架，肌槽内附有两对刺激电极。在等张杠杆之两端，一端附有杠杆垂 直柱，通过棉线连接肌肉，另一端装有笔尖。肌肉收缩时，杠杆被拉动，可 把肌肉的收缩描记于记纹鼓上。调节杠杆的长度，可以调节放大的倍数。　　2．等长杠杆可固定于肌槽上。肌肉收缩时可拉动连有杠杆的弹簧片，以 测其张力变化。　　3．万能杠杆万能杠杆（图 1—39）有一随意调节的关节，杠杆可做各个 方向的移动，较为灵活。多用于描记心肌和平滑肌的活动。　　4．检压计属于液体传动装置。可以通过密闭的液导系统，记录血压、胸 内压以及胃、肠内压的变化。可分为水银检压计和水检压计两种（图 1—40）， 均为一“U”形玻璃管，内装水银或水。在检压计的一端，即水银或水面上加一浮标，其上有伸出管外的铅丝， 铅丝上有垂直的杠杆，其上装有笔尖。另一端通过密闭的液导系统与机体连 接。当其压力发生变化时，则浮标上、下活动，这样可通过杠杆上的笔尖记 录在记纹鼓上。　　5．马利氏气鼓马利氏气鼓（图 1—41）属于气体传动装置。可通过密闭 的气导系统，记录呼吸及胃肠运动。马利氏气鼓为一金属的，带有侧管的浅 圆皿，其上蒙以薄橡皮膜，侧管通过密闭的气导系统与机体连接。当机体内 的某一压A.水银检压计；B.水检压计　　力发生变化时，马利氏气鼓内的压力也随之变动，推动其上的薄橡皮膜 发生起落变化，带动膜上的杠杆和笔尖上下移动，便可将压力记录于记纹鼓 上。以上几种传动装置均可通过不同形式的压电换能器，将机械活动或压力变化转变为电信号，输入生理记录仪进行记录，或通过前置放大器输入示波 器进行观察与测量。四、记录与信息处理系统　　（一）记纹鼓在生理学实验中，各种生理现象均需要进行记录，以便观 察与测量。经典的记录装置是记纹鼓，而直接或间接的生物电信号则使用示 波器与示波照相机或生理记录仪进行观察和记录。　　一般根据使用的动力不同，分为弹簧记纹鼓和电动记纹鼓两类。前者以 发条式弹簧作为动力，后者以电动机作为动力。这两类记纹鼓又可根据其圆 鼓的数目分为单、双记纹鼓，它们的结构大体相同。下面仅以弹簧记纹鼓为 例加以说明。　　1．记纹鼓的外部结构可分为机身和圆鼓两大部分。按图 1-42 识别其外 部结构。　　(1)机身包括以下几部分：1)上弦把柄在鼓座侧面。2)支架用来固定肌槽、电磁标等。3)开关。4)扇叶片共有大小 4 种，使用时插入可转动的扇片轴上，用以调节鼓速。5)速度粗调节钮轻轻提起可使鼓速加快，放下则减慢。6)弹簧片弹簧快鼓时用作动力。7)擒纵梢弹簧快鼓时使用。8)电接触片弹簧快鼓时作刺激开关用。9)接线柱弹簧快鼓时连接直流电源。10)固定螺丝固定鼓轴用。11)圆托其中央有鼓轴小凹，支持鼓轴用，周围有数个小孔，固定鼓轴用。 (2)圆鼓1)扁圆盘固定于鼓轴上，其上有两个缺口，弹簧快鼓时用。2)引发梢悬垂于扁圆盘下。3)扁圆盘固定螺旋。4)电接触叉两片，呈三角形。　　5)离合钮头为圆鼓与机身的离合装置。在使用机身内的动力时，需将离 合钮头落下，使其底部小突起嵌入圆托的小孔内，将圆鼓与机身紧密连接。 而在不使用机身内的动力时，如手转鼓、弹簧快鼓时，则将其提起。6)圆鼓固定螺旋可将圆鼓固定于鼓轴上，并可调节圆鼓的位置。2．记纹鼓的使用方法 (1)手转鼓提高扁圆盘的高度，以免盘上的引发梢受到弹簧片的限制。而后提起离合钮头，使机身内的动力部分与圆鼓脱离，这时即可使用手转鼓。手转鼓在使用记纹鼓时经常 采用，某些只记录强度的实验也使用手转鼓。(2)慢鼓需落下离合钮头，并用上弦把柄以顺时针方向转动上弦（注意：切忌逆时针方向）。然后打开开关，圆鼓即徐徐转动。慢鼓适用于持续描记 比较缓慢的生理活动。(3)中速鼓在使用慢鼓的基础上，只需提起速度调节钮，即可加快鼓速。如加上大小不同的扇片于扇片轴上，鼓速有不同速度的减慢。中速鼓用于描 记反应较快的生理活动。(4)弹簧快鼓适用于描记单一的，反应极为迅速的肌肉收缩活动。弹簧快鼓的操作可分为 4 步：①提起离合钮头；②落下扁圆盘，使扁圆盘与擒纵梢 位于同一水平；③拉退擒纵梢，用于将圆鼓逆时针方向转动，使引发梢压紧 弹簧片，再将擒纵梢嵌入扁圆盘的缺口中；④将一定强度的直流电正负极分 别连于两接线柱上，将擒纵梢拉出并立即放手，这时圆鼓以弹簧片为动力迅 速转动一周，擒纵梢又自动嵌入扁圆盘的缺口内，不能再转。这样，圆鼓每 转动一周，电接触叉可与电接触片接触一次。接触时，接通电源，起到刺激 开关的作用。　　反复练习记纹鼓的上述 4 种操作方法，掌握离合钮头与扁圆盘的使用。 电动记纹鼓以电动机作为动力，鼓速可调，有些还附时标装置，使用较 为方便。一般电动记纹鼓均带有手转鼓和弹簧快鼓的装置，其结构与弹簧记 纹鼓大同小异。因此，熟悉弹簧记纹鼓的基本用法后，电动记纹鼓便不难掌　　握。3．记纹纸的粘贴与记录的处理　　(1)贴纸法（图 1—43）选择光滑而坚韧的白纸，裁成适合圆鼓的大小， 平放在实验台上， 并使纸的光滑面向下。将圆鼓取下，在鼓的上横梁上缚一条较鼓身稍长的细 线，供以后落纸用。把圆鼓平放于记纹纸上（下端朝向自己），使纸与圆鼓 下缘平齐。在左侧纸端边缘处均匀地涂以薄层浆糊，然后用双手将左、右侧 记纹纸紧紧地平贴于圆鼓上，并在两端相接处下面压住细线。注意：贴纸时 应左压右，记纹鼓应平贴于鼓面上勿使皱折，以免影响记录。　　（2）圆鼓为顺时针转动，描笔应与转动方向一致，笔尖与鼓面呈相切接 触。如同时使用数只描笔，各笔尖均需位于同一垂直线上。记录应从记纹纸 的接缝处开始。　　（3）落纸法实验完毕，连同鼓轴取下圆鼓，左手握鼓轴下端，拇指按住 记纹纸下缘，右手拉动细线把记纹纸撕开取下（图 1—44）。　　（4）记纹纸取下后，应立即整理记录。剪取记录曲线时，应包括对照、 实验处理及恢复三部分。剪裁必须整齐，粘贴时，各图的基线应在同一水平， 各图间的距离应一致。记录图正下方应注明图号、图注及必要的说明。（二）示波器示波器是用来观察电压或电流变化情况和测量其数值大小的一种电子仪器，应用极为广泛。凡能变换为电压或电流的电学量与非电学 量均可用示波器进行观察与测量。示波器的核心部分是电子示波管，另有扫 描讯号发生器、放大器和电源。本书仅将电子示波管及示波器的正确使用作 一简要说明。1．电子示波管示波管由电子枪、偏转系统及荧光屏三部分组成（图 1—45）。　　（1）电子枪是产生电子束和赖以聚焦的特殊装置，由灯丝、阴极、控制 栅极和两个阳极组成。 灯丝和阴极的作用是发射电子。控制栅极可控制电子射线的强度，从而达到控制荧光屏上光点辉度的作用。第一阳极和第二阳极组合在一起，分别加一定的电压，起到电子透镜的作用。可使电子束在荧光屏上会聚成一点， 起到聚焦的作用。所以第一阳极为聚焦阳极，板面上的“聚焦”旋钮就是改 变第一阳极的电压，来调节聚焦的。第三阳极为加速阳极，可加速电子运动 的速度，并能吸收屏幕上被击出的二次电子。　　(2)偏转系统包括两对相互垂直的偏转板，一对垂直偏转板（Y 轴偏转 板）和一对水平偏转板（X 轴偏转板）。垂直偏转板上的电压发生变化时， 可使电子束作上下运动。水平偏转板可控制电子束的左右移位，并用以产生 扫描基线。示波器板面上的“水平位移”和“垂直位移”旋钮，就是分别调 节这两对偏转板上的电压大小，来改变光点的位置。在电生理实验中，生物 电信号是加在 Y 轴上，X 轴代表时间。这样就可以使光点在荧光屏上随着时 间而作直线运动。　　(3)荧光屏为示波管底的玻璃屏幕。屏的内壁涂有一层荧光物质。当高速 运动的电子束打到荧光屏上某点时，此点就发光。在单位时间内打到荧光屏　　上的电子数越多，发光就越强。常用的荧光物质有：硅酸锌，产生绿光；硫 化锌，产生蓝光。电子束打到荧光物质上发光，而电子束停止后，发光还持 续一定时间才停止，这段时间称为余辉时间。一般说来，观察频率高的信号 时，宜选用短余辉示波管；而观察频率低、变化缓慢的信号时，则长余辉示 波管为宜。2．SBR-1 型示波器的正确使用 (1)一般注意事项1)开机时板面各旋钮一般置于下列位置。 辉度：中间位置； 触发电平：自动或连续；X 轴作用：正常； 灵敏度：20V/cm； 垂直位置：中心位置。　　2)电源接通后，冷却风扇开始工作，仪器预热 30min 后，性能即趋稳定， 可进行校正与使用。以后可连续工作 8h。　　3)如因散热不佳或机内故障，当机内温度达到 55℃以上时，示波器自动 停止工作，应查明原因，排除故障后再行使用。4)在使用或维修时，若切断电源，应待 3 分钟后再接通电源开关，否则易损坏电源部分。 (2)辉度与聚焦辉度旋钮用以调节光点的亮度，顺时针旋转，光点逐渐变亮。实验时，光点亮度不宜过大，一般以利于观察即可。否则，摄影时图象上下出现白色光晕带，黑白对比不分明。另外，光点亮度过大可因电子束能 量过大而将该点的荧光物质烧坏，以后形成暗点。聚焦的调节应在慢扫描时进行，因为此时光点清晰易于辨别。将光点调到最圆最小即可。 标尺亮度旋钮用来控制荧光屏面板上的照明灯，其亮度愈大，标尺愈明亮。标尺横坐标用以测量信号的时间过程，纵坐标用以测量信号的电压。摄影时，标尺亮度应适中，否则给人以喧宾夺主的感觉。 (3)垂直放大系统与输入方式垂直放大系统由高增益差动式直流放大器和衰减器组成。由此系统输入的微弱信号，经放大后加于垂直轴偏转板上，使电子束按被测信号的变化规律作上下运动。灵敏度调节旋钮的作用是调整 被测信号在荧光屏上的幅度，共分 16 档，可根据被测信号的大小，拨到适当 的位置。例如，心肌细胞跨膜动作电位约为 120mV，如微电极放大器的增益为 1，则示波器灵敏度可置于 20mV/cm，此时荧光屏上可出现约 6cm 高的波形。 输入方式可分为单端输入和双端输入。　　单端输入：信号由 A 端或 B 端输入。输入选择旋钮置于相应的 A 或 B 的 位置。　　双端输入：信号从 A、B 两端输入，此时输入选择旋钮应置于 A-B 位置。 由于本机输入端为差动形式，输入方式又可分为 AC（交流）与 DC（直流） 两种，以供选择。此输入方式的选择需根据被测信号的特性而定。在一般电 生理实验中，可选用 AC 方式。而缓慢的电变化，如膜电位、体表胃肠电位、皮肤电等，则应用 DC 输入方式（参见表 1—2）。 直流平衡的调节：直流平衡旋钮用来调节放大器变换时的直流电位，使灵敏度在任一档次时光点均不会飘移出荧光屏。调节方法为：1)将扫描调至连续，灵敏度旋钮拨至 20V/cm。2)将直流平衡与位移旋钮调至中间位置。　　3)用小改锥轻调直流平衡的暗调电位器，将扫描线调到荧光屏的中央位 置。　　4)逐档转动灵敏度旋钮，并随时调节暗调电位器，使扫描线一直位于荧 光屏的中央位置，直至调到灵敏度最高一档为止。以后直流平衡的暗调电位 器即不需再调节。如实验过程需要移动基线，只要用位移旋钮调节即可。(4)时基发生器与水平放大器。 时基发生器：为一锯齿波发生器，产生锯齿波扫描电压，使电子束在水平方向往返运动。　　时间/cm 旋钮：用以调节光点扫描一次所需要的时间。扫描速度的可调 范围为 5s/cm—1μs/cm。如该旋钮位于 5s/cm 时，表示光点在荧光屏上的移 动速度为 5s/cm。　　触发选择旋钮：为了清晰地观察和测量电信号的参数，可以选择不同方 式的触发扫描，使波形相对稳定在荧光屏上。这就需要将刺激信号输入触发 扫描发生器，使电子束扫描受到刺激器控制，刺激器输出与扫描同步，这样， 刺激所引起的反应也与扫描同步，使图象在荧光屏同一位置上重复出现。此 时，需将刺激器的同步输出连于示波器的外同步，将触发选择旋钮拨于外触 发扫描。由于触发信号有“+”、“-”之别，因此需要把触发极性开关置于 相应的位置上。触发信号有大有小，为了有效地触发示波器扫描，需要调节 触发电平。一般将触发电平旋钮顺时针方向旋至电信号的出现并与刺激信号 同步为准。触发方式有①电源触发；②上线与下线（AC、DC）内触发；③外触发（AC、DC）等，可根据实验的具体要求，选择不同的触发方式。　　水平放大器：由“X 轴作用”部分诸旋钮调节。①“正常”位置，扫描 速度按时基的时间/cm 控制器的刻度计算。②扫描扩展位置，系将原正常扫 描速度成倍地扩展，其倍数视旋钮的位置而定。如置于×2 档时，扫描速度 增加一倍，此时扫描按时间/cm 旋钮所指的速度乘以 2 计算。③外接扫描，X 轴作用旋钮置于“V/cm”各档级时，X 轴呈外接状态，并反映 X 轴输入信号 的幅值，但置于“V/cm”而无输入信号时，光点不扫描。X 轴位移旋钮：用来调节电子束扫描光点在水平方向上的位置。顺时针方向转动使光点右移；逆时针转动使光点左移。　　（三）记录仪生理记录仪为生理学实验中常用的记录仪器，其描笔能将 放大后的生理变化或生物电信号直接描绘在记录纸上。优点是不像示波器那 样需要照相记录，故直接而方便；缺点是描笔具有相当大的惰性，频率响应 很小，一般只能反映 100 次/s 以下或持续期大于 10ms 的过程，故不适于记 录快速的变化，如神经的动作电位等。　　根据描笔运动的方式和电路控制原理的不同，可将记录仪分为两大类： 描笔偏转式和自动平衡式记录仪。下面简要介绍这两种记录仪以及生理记录 仪的使用。
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